Лимфатическая система играет определяющую роль в иммунитете, выходящую далеко за рамки простого транспорта иммунных клеток и антигенов. Эндотелиальные клетки в различных отделах этой сосудистой сети высоко специализированы для выполнения различных специфических функций. Лимфатические капилляры экспрессируют хемокины и молекулы адгезии, которые в тканях способствуют привлечению и трансмиграции иммунных клеток. Сигнальные молекулы, продуцируемые эндотелиальными клетками лимфатических капилляров при воспалении, модулируют в лимфатических узлах миграцию лимфоцитов через венулы с высоким эндотелием из крови в паренхиму лимфатических узлов. Лимфатические сосуды обеспечивают активный регулируемый транспорт иммунных клеток и антигенов в лимфатические узлы. В лимфатических узлах с их сложной структурой, организованной стромальными клетками, создаются оптимальные условия для контактов антигенпрезентирующих клеток с лимфоцитами. Различные субпопуляции лимфатических эндотелиальных клеток лимфатических узлов выполняют специфические функции в соответствии с локализацией в лимфатическом узле и способствуют как врожденному, так и приобретенному иммунному ответу посредством презентации антигена, ремоделирования лимфатического узла и регуляции входа и выхода лейкоцитов.
Предпросмотр статьи
Идентификаторы и классификаторы
- SCI
- Биология
Лимфатическая система представляет собой разветвленную сеть лимфатических сосудов (ЛС), пронизывающих практически все органы и ткани, и вторичных лимфоидных органов – лимфатических узлов (ЛУ), включенных в сеть ЛС.
Список литературы
1. Абдрешов С.Н., Балхыбекова А.О., Демченко Г.А., Лобов Г.И. Лимфодинамика и адренергическая иннервация почки и почечных лимфатических узлов при токсическом гепатите // Регионарное кровообращение и микроциркуляция. 2020. № 19(3). С. 73-79. DOI: 10.24884/1682-6655-2020-19-3-73-79 EDN: BMPUVI
2. Борисов А.В. Функциональная анатомия лимфангиона // Морфология. 2005. Т. 128. № 6. С. 18–27. EDN: MQLOHJ
3. Лобов Г.И. Лимфатическая система в норме и при патологии // Успехи физиологических наук. 2022. Т. 53. № 2. С. 15–38. DOI: 10.31857/S0301179822020060 EDN: YEWDXY
4. Лобов Г.И. Электрофизиологические свойства мембраны гладкомышечных клеток лимфатических сосудов //Доклады Академии наук СССР. 1984. Т. 277. № 1. С. 244–247.
5. Лобов Г.И., Орлов Р.С. Саморегуляция насосной функции лимфангиона // Физиол. журн. СССР им. И.М. Сеченова. 1988. Т. 74. № 7. С. 977–988.
6. Лобов Г.И., Унт Д.В. Дексаметазон предотвращает сепсис-индуцированное угнетение сократительной функции лимфатических сосудов и узлов посредством ингибирования индуцибельной NO-синтазы и циклооксигеназы-2 // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2019. Т. 105. № 1. С. 76-88. DOI: 10.1134/S0869813919010059 EDN: VUBUFC
7. Сапин М.Р., Никитюк Д.Б. Лимфатическая система и ее роль в иммунных процессах. М.: Медицинская книга, 2014. 40 с.
8. Abadie V., Badell E., Douillard P., Ensergueix D. et al. Neutrophils rapidly migrate via lymphatics after Mycobacterium bovis BCG intradermal vaccination and shuttle live bacilli to the draining lymph nodes // Blood. 2005. V. 106. P. 1843–1850. DOI: 10.1182/blood-2005-03-1281 EDN: MKXUJZ
9. Acton S.E., Astarita J.L., Malhotra D. et al. Podoplanin-rich stromal networks induce dendritic cell motility via activation of the C-type lectin receptor CLEC-2 // Immunity. 2012. V. 37(2). P. 276–289. DOI: 10.1016/j.immuni.2012.05.022
10. Aebischer D., Iolyeva M., Halin C. The inflammatory response of lymphatic endothelium // Angiogenesis. 2014. V. 17(2). P. 383–393. DOI: 10.1007/s10456-013-9404-3 EDN: FMVZAK
11. Ager A. High endothelial venules and other blood vessels: critical regulators of lymphoid organ development and function // Front. Immunol. 2017. 8. 45. DOI: 10.3389/fimmu.2017.00045
12. Akl T.J., Nagai T., Cote G.L., Gashev A.A. Mesenteric lymph flow in adult and aged rats // Am J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2011. V. 301(5). P. H1828–H1840. DOI: 10.1152/ajpheart.00538.2011 EDN: PLDJGF
13. Aldrich M.B., Sevick-Muraca E.M. Cytokines are systemic effectors of lymphatic function in acute inflammation // Cytokine. 2013. V. 64(1). P. 362–369. DOI: 10.1016/j.cyto.2013.05.015 EDN: RKDIMJ
14. Alrumaihi F. The Multi-Functional Roles of CCR7 in Human Immunology and as a Promising Therapeutic Target for Cancer Therapeutics // Front Mol. Biosci. 2022. V. 9. 834149. DOI: 10.3389/fmolb.2022.834149 EDN: AYAHOI
15. Arasa J., Collado-Diaz V., Kritikos I. et al. Upregulation of VCAM-1 in lymphatic collectors supports dendritic cell entry and rapid migration to lymph nodes in inflammation // J. Exp. Med. 2021. V. 218:e20201413. DOI: 10.1084/jem.20201413 EDN: XKKANT
16. Arasa J., Collado-Diaz V., Halin C. Structure and Immune Function of Afferent Lymphatics and Their Mechanistic Contribution to Dendritic Cell and T Cell Trafficking // Cells. 2021. V. 10(5). 1269. DOI: 10.3390/cells10051269 EDN: IBMPJF
17. Arokiasamy S., Zakian C., Dilliway J. et al. Endogenous TNFα orchestrates the trafficking of neutrophils into and within lymphatic vessels during acute inflammation // Sci. Rep. 2017 V. 7:44189. DOI: 10.1038/srep44189
18. Aukland K., Reed R.K. Interstitial-lymphatic mechanisms in the control of extracellular fluid volume // Physiol. Rev. 1993. V. 73(1). P. 1–78. DOI: 10.1152/physrev.1993.73.1.1 EDN: VCGXEI
19. Baluk P., Fuxe J., Hashizume H. et al. Functionally specialized junctions between endothelial cells of lymphatic vessels // J. Exp. Med. 2007. V. 204(10). P. 2349–2362. DOI: 10.1084/jem.20062596
20. Barral P., Polzella P., Bruckbauer A. et al. CD169(+) macrophages present lipid antigens to mediate early activation of iNKT cells in lymph nodes // Nat. Immunol. 2010. V. 11. P. 303–312. DOI: 10.1038/ni.1853
21. Beauvillain C., Cunin P., Doni A. et al. CCR7 is involved in the migration of neutrophils to lymph nodes // Blood. 2011. V. 117. P. 1196-1204. DOI: 10.1182/blood-2009-11-254490 EDN: OAEKRJ
22. Billaud M., Lohman A.W., Johnstone S.R. et al. Regulation of Cellular Communication by Signaling Microdomains in the Blood Vessel Wall // Pharmacol. Rev. 2014. V. 66(2). P. 513–569. DOI: 10.1124/pr.112.007351 EDN: SQEPDN
23. Bouta E.M., Wood R.W., Brown E.B. et al. In vivo quantification of lymph viscosity and pressure in lymphatic vessels and draining lymph nodes of arthritic joints in mice // J. Physiol. 2014. V. 592. P. 1213–1223. DOI: 10.1113/jphysiol.2013.266700
24. Breslin J.W. ROCK and cAMP promote lymphatic endothelial cell barrier integrity and modulate histamine and thrombin-induced barrier dysfunction // Lymphat. Res. Biol. 2011/ V. 9. P. 3-11. DOI: 10.1089/lrb.2010.0016
25. Brinkman C.C., Iwami D., Hritzo M.K. et al. Treg engage lymphotoxin beta receptor for afferent lymphatic transendothelial migration // Nat. Commun. 2016. V. 7. 12021. DOI: 10.1038/ncomms12021
26. Brown M.N., Fintushel S.R., Lee M.H. et al. Chemoattractant receptors and lymphocyte egress from extralymphoid tissue: changing requirements during the course of inflammation // J. Immunol. 2010. V. 185:4873–82. DOI: 10.4049/jimmunol.1000676
27. Brulois K., Rajaraman A., Szade A. et al. A molecular map of murine lymph node blood vascular endothelium at single cell resolution // Nat. Commun. 2020. V. 11. 3798. DOI: 10.1038/s41467-020-17291-5 EDN: OOLTIH
28. Camara A., Cordeiro O.G., Alloush F. et al. Lymph node mesenchymal and endothelial stromal cells cooperate via the RANK–RANKL cytokine axis to shape the sinusoidal macrophage niche // Immunity. 2019. V. 50. P. 1467–1481. DOI: 10.1016/j.immuni.2019.05.008
29. Card C.M., Yu S.S., Swartz M.A. Emerging roles of lymphatic endothelium in regulating adaptive immunity // J. Clin. Invest. 2014. V. 124. P. 943–952. DOI: 10.1172/JCI73316
30. Chang J.E., Turley S.J. Stromal infrastructure of the lymph node and coordination of immunity // Trends Immunol. 2015. V. 36(1). P. 30–39. DOI: 10.1016/j.it.2014.11.003 EDN: USVXXT
31. Chen H., Ye F., Guo G. Revolutionizing immunology with single-cell RNA sequencing // Cell Mol. Immunol. 2019. V. 16(3). P. 242–249. DOI: 10.1038/s41423-019-0214-4 EDN: CREFDM
32. Christiansen A.J., Dieterich L.C., Ohs I. et al. Lymphatic endothelial cells attenuate inflammation via suppression of dendritic cell maturation // Oncotarget. 2016. V. 7. P. 39421–39435. DOI: 10.18632/oncotarget.9820
33. Collin M., Bigley V. Human dendritic cell subsets: an update // Immunology. 2018. V. 154(1). P. 3–20. DOI: 10.1111/imm.12888
34. Debes G.F., Arnold C.N., Young A.J. et al. Chemokine receptor CCR7 required for T lymphocyte exit from peripheral tissues // Nat. Immunol. 2005. V. 6. P. 889–894. DOI: 10.1038/ni1238
35. Detienne S., Welsby I., Collignon C. et al. Central role of CD169+ lymph node resident macrophages in the adjuvanticity of the QS-21 component of AS01 // Sci. Rep. 2016. V. 6. 39475. DOI: 10.1038/srep39475
36. Dixon J.B., Raghunathan S., Swartz M.A. A tissue-engineered model of the intestinal lacteal for evaluating lipid transport by lymphatics // Biotechnol. Bioeng. 2009. V. 103. P. 1224–1235. DOI: 10.1002/bit.22337
37. Dixon J.B., Zawieja D.C., Gashev A.A., Coté G.L. Measuring microlymphatic flow using fast video microscopy // Biomed. Opt. 2005. V. 10(6). 064016. DOI: 10.1117/1.2135791
38. Dubrot J., Duraes F.V., Potin L. et al. Lymph node stromal cells acquire peptide-MHCII complexes from dendritic cells and induce antigen-specific CD4(+) T cell tolerance // J. Exp. Med. 2014. V. 211. 1153–1166. DOI: 10.1084/jem.20132000
39. Fletcher A.L., Malhotra D., Acton SE. et al. Reproducible isolation of lymph node stromal cells reveals site-dependent differences in fibroblastic reticular cells // Front. Immunol. 2011. V. 2. 35. DOI: 10.3389/fimmu.2011.00035
40. Forster R., Davalos-Misslitz A.C., Rot A. CCR7 and its ligands: balancing immunity and tolerance // Nat. Rev. Immunol. 2008. V. 8. P. 362–71. DOI: 10.1038/nri2297
41. Fossum S. The architecture of rat lymph nodes. IV. Distribution of ferritin and colloidal carbon in the draining lymph nodes after foot-pad injection // Scand. J. Immunol. 1980. V. 12. P. 433–441. x. DOI: 10.1111/j.1365-3083.1980.tb00087
42. Garnier L., Gkountidi A.O., Hugues S. Tumor-Associated Lymphatic Vessel Features and Immunomodulatory Functions // Front. Immunol. 2019. V. 10. 720. DOI: 10.3389/fimmu.2019.00720
43. Garrafa E., Imberti L., Tiberio G. et al. Heterogeneous expression of toll-like receptors in lymphatic endothelial cells derived from different tissues // Immunol. Cell Biol. 2011. V. 89. P. 475–481. DOI: 10.1038/icb.2010.111
44. Gascoigne N.R.J., Rybakin V., Acuto O., Brzostek J. TCR signal strength and T cell development // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2016. V. 32. P. 327–348. DOI: 10.1146/annurev-cellbio-111315-125324
45. Gerner M.Y., Torabi-Parizi P., Germain R.N. Strategically localized dendritic cells promote rapid T cell responses to lymph-borne particulate antigens // Immunity. 2015. V. 42. P. 172–185. DOI: 10.1016/j.immuni.2014.12.024 EDN: USVYCJ
46. Ghani S., Feuerer M., Doebis C. et al. T cells as pioneers: antigen-specific T cells condition inflamed sites for high-rate antigen-non-specific effector cell recruitment // Immunology. 2009. V. 128. e870–e880. x. DOI: 10.1111/j.1365-2567.2009.03096
47. Ginhoux F., Jung S. Monocytes and macrophages: developmental pathways and tissue homeostasis // Nat. Rev. Immunol. 2014. V. 14. P. 392–404. DOI: 10.1038/nri3671 EDN: YDABWF
48. Gómez D., Diehl M.C., Crosby E.J. et al. Effector T cell egress via afferent lymph modulates local tissue inflammation // J. Immunol. 2015. V. 195. P. 3531–3536. DOI: 10.4049/jimmunol.1500626
49. Grasso C., Pierie C., Mebius R.E., van Baarsen L.G.M. Lymph node stromal cells: subsets and functions in health and disease // Trends Immunol. 2021. V. 42(10). P. 920–936. DOI: 10.1016/j.it.2021.08.009 EDN: KPIAGI
50. Gray E.E., Jason G., Cyster J.G. Lymph Node Macrophages // J. Innate. Immun. 2012. V. 4(5–6). P. 424–436. DOI: 10.1159/000337007
51. Guyton A.C., Taylor A.E., Brace R.A. A synthesis of interstitial fluid regulation and lymph formation // Fed. Proc. 1976. V. 35(8). P. 1881–1885.
52. Hampton H.R., Chtanova T. Lymphatic Migration of Immune Cells // Front. Immunol. 2019. V. 10. 1168. DOI: 10.3389/fimmu.2019.01168
53. Hashimoto D., Miller J., Merad M. Dendritic cell and macrophage heterogeneity in vivo // Immunity. 2011. V. 35. P. 323–335. DOI: 10.1016/j.immuni.2011.09.007 EDN: PIZGHD
54. Heesters B.A., van der Poel C.E., Das A., Carroll M.C. Antigen presentation to B cells // Trends Immunol. 2016. V. 37. P. 844–854. DOI: 10.1016/j.it.2016.10.003
55. Hirosue S., Vokali E., Raghavan V.R. et al. Steady-state antigen snging, cross-presentation, and CD8+ T cell priming: a new role for lymphatic endothelial cells // J. Immunol. 2014. V. 192. P. 5002–5011. DOI: 10.4049/jimmunol.1302492
56. Hunter M.C., Teijeira A., Montecchi R. et al. Dendritic Cells and T Cells Interact Within Murine Afferent Lymphatic Capillaries // Front. Immunol. 2019. V. 10. 520. DOI: 10.3389/fimmu.2019.00520
57. Jackson D.G. Leucocyte Trafficking via the Lymphatic Vasculature- Mechanisms and Consequences // Front. Immunol. 2019. V. 10. 471. DOI: 10.3389/fimmu.2019.00471
58. Jakubzick C., Gautier E.L., Gibbings S.L. et al. Minimal differentiation of classical monocytes as they survey steady-state tissues and transport antigen to lymph nodes // Immunity. 2013. V. 39. P. 599–610. DOI: 10.1016/j.immuni.2013.08.007
59. Jalkanen S., Salmi M. Lymphatic endothelial cells of the lymph node // Nat. Rev. Immunol. 2020. V. 20(9). 566–578. -x. DOI: 10.1038/s41577-020-0281 EDN: JQRLXF
60. Johnson L.A. In Sickness and in Health: The Immunological Roles of the Lymphatic System // Int. J. Mol. Sci. 2021. V. 22(9). P. 4458. DOI: 10.3390/ijms2209445 EDN: ZDOUHH
61. Johnson L.A, Jackson D.G. Inflammation-induced secretion of CCL21 in lymphatic endothelium is a key regulator of integrin-mediated dendritic cell transmigration // Int. Immunol. 2010. V. 22(10). P. 839–49. DOI: 10.1093/intimm/dxq435
62. Johnson L.A., Clasper S., Holt A.P. et al. An inflammation-induced mechanism for leukocyte transmigration across lymphatic vessel endothelium // J. Exp. Med. 2006. V. 203(12). P. 2763–2777. DOI: 10.1084/jem.20051759
63. Johnson L.A., Banerji S., Lagerholm B.C., Jackson D.G. Dendritic cell entry to lymphatic capillaries is orchestrated by CD44 and the hyaluronan glycocalyx // Life Sci. Alliance. 2021. V. 4(5). e202000908. DOI: 10.26508/lsa.202000908 EDN: ZMKTAA
64. Junt T., Moseman E.A., Iannacone M. et al. Subcapsular sinus macrophages in lymph nodes clear lymph-borne viruses and present them to antiviral B cells // Nature. 2007. V. 450. P. 110–114. DOI: 10.1038/nature06287
65. Kabashima K., Shiraishi N., Sugita K. et al. CXCL12-CXCR4 engagement is required for migration of cutaneous dendritic cells // Am. J. Pathol. 2007. V. 171. P. 1249–1257. DOI: 10.2353/ajpath.2007.070225
66. Kähäri L., Fair-Mäkelä R., Auvinen K. et al. Transcytosis route mediates rapid delivery of intact antibodies to draining lymph nodes // J. Clin. Invest. 2019. V. 129. P. 3086–3102. DOI: 10.1172/JCI125740
67. Kastenmüller W., Torabi-Parizi P., Subramanian N. et al. A spatially-organized multicellular innate immune response in lymph nodes limits systemic pathogen spread // Cell. 2012. V. 150. P. 1235–1248. DOI: 10.1016/j.cell.2012.07.021
68. Kim H., Kataru R.P., Koh G.Y. Regulation and implications of inflammatory lymphangiogenesis // Trends Immunol. 2012. V. 33(7). P. 350–356. DOI: 10.1016/j.it.2012.03.006
69. Lammermann T., Bader B.L., Monkley S.J. et al. Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing // Nature. 2008. V. 453. P. 51–55. DOI: 10.1038/nature06887
70. Lee K.M., McKimmie C.S., Gilchrist D.S. et al. D6 facilitates cellular migration and fluid flow to lymph nodes by suppressing lymphatic congestion // Blood. 2011. V. 118. P. 6220–6229. DOI: 10.1182/blood-2011-03-344044
71. Leirião P., del Fresno C., Ardavín C. Monocytes as effector cells: activated Ly-6C(high) mouse monocytes migrate to the lymph nodes through the lymph and cross-present antigens to CD8+ T cells // Eur. J. Immunol. 2012. V. 42. P. 2042–2051. DOI: 10.1002/eji.201142166
72. Levick J.R., Michel C.C. Microvascular fluid exchange and the revised Starling principle // Cardiovasc. Res. 2010. V. 87. P. 198–210. DOI: 10.1093/cvr/cvq062 EDN: NZNXMD
73. Link A., Vogt T.K., Favre S. et al. Fibroblastic reticular cells in lymph nodes regulate the homeostasis of naive T cells // Nat. Immunol. 2007. V. 8. P. 1255–1265. DOI: 10.1038/ni1513
74. Lobov G.I. Location and properties of the pacemaker cells of the lymphangion // Doklady Biological Sciences. 1987. V. 294(2). P. 503–506. EDN: XLUUZA
75. Louie D.A.P., Liao S. Lymph Node Subcapsular Sinus Macrophages as the Frontline of Lymphatic Immune Defense // Front. Immunol. 2019. V. 28(10). 347. DOI: 10.3389/fimmu.2019.00347
76. Low S., Hirakawa J., Hoshino H. et al. Role of MAdCAM-1-expressing high endothelial venule-like vessels in colitis induced in mice lacking sulfotransferases catalyzing l-selectin ligand biosynthesis // J. Histochem. Cytochem. 2018. V. 66. P. 415–425. DOI: 10.1369/0022155417753363
77. Lukacs-Kornek V., Malhotra D., Fletcher A.L. et al. Regulated release of nitric oxide by nonhematopoietic stroma controls expansion of the activated T cell pool in lymph nodes // Nat. Immunol. 2011. V. 12. P. 1096–1104. DOI: 10.1038/ni.2112
78. Ma Q., Dieterich L.C., Detmar M. Multiple roles of lymphatic vessels in tumor progression // Curr. Opin. Immunol. 2018. V. 53. P. 7–12. DOI: 10.1016/j.coi.2018.03.018
79. Maddaluno L., Verbrugge S.E., Martinoli C. et al. The adhesion molecule L1 regulates transendothelial migration and trafficking of dendritic cells // J. Exp. Med. 2009. V. 206. P. 623–635. DOI: 10.1084/jem.20081211
80. Malhotra D., Fletcher A.L., Turley S.J. Stromal and hematopoietic cells in secondary lymphoid organs: partners in immunity // Immunol. Rev. 2013. V. 251. P. 160–176. DOI: 10.1111/imr.12023
81. Martens J.H., Kzhyshkowska J., Falkowski-Hansen M. et al. Differential expression of a gene signature for scavenger/lectin receptors by endothelial cells and macrophages in human lymph node sinuses, the primary sites of regional metastasis // J. Pathol. 2006. V. 208. P. 574–589. DOI: 10.1002/path.1921 EDN: MIOXCF
82. Mazzone M., Bergers G. Regulation of blood and lymphatic vessels by immune cells in tumors and metastasis // Ann. Rev. Physiol. 2019. V. 81. P. 535–560. DOI: 10.1146/annurev-physiol-020518-114721
83. Michel C.C., Nanjee M.N., Olszewski W.L., Miller N.E. LDL and HDL transfer rates across peripheral microvascular endothelium agree with those predicted for passive ultrafiltration in humans // J. Lipid Res. 2015. V. 56. P. 122–128. DOI: 10.1194/jlr.M055053
84. Miteva D.O., Rutkowski J.M., Dixon J.B. et al. Transmural flow modulates cell and fluid transport functions of lymphatic endothelium // Circ. Res. 2010. V. 106. P. 920–931. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.109.207274 EDN: NZNVQB
85. Mehta D., Malik A.B. Signaling mechanisms regulating endothelial permeability // Physiol. Rev. 2006. V. 86(1). P. 279–367. DOI: 10.1152/physrev.00012.2005 EDN: MIWKXT
86. Moseman E.A., Iannacone M., Bosurgi L. et al. B cell maintenance of subcapsular sinus macrophages protects against a fatal viral infection independent of adaptive immunity // Immunity. 2012. V. 36. P. 415-426. DOI: 10.1016/j.immuni.2012.01.013 EDN: PHTKGR
87. Nitschké M., Aebischer D., Abadier M. et al. Differential requirement for ROCK in dendritic cell migration within lymphatic capillaries in steady-state and inflammation // Blood. 2012. V. 120(11). P. 2249–2258. DOI: 10.1182/blood-2012-03-417923
88. Ohtani O., Ohtani Y. Structure and function of rat lymph nodes // Arch. Histol. Cytol. 2008. V. 71(2). P. 69–76. DOI: 10.1679/aohc.71.6
89. Palframan R.T., Jung S., Cheng G. et al. Inflammatory chemokine transport and presentation in HEV: a remote control mechanism for monocyte recruitment to lymph nodes in inflamed tissues // J. Exp. Med. 2001. V. 194 P. 1361–1373. DOI: 10.1084/jem.194.9.1361
90. Permanyer M., Bošnjak B., Förster R. Dendritic cells, T cells and lymphatics: dialogues in migration and beyond // Curr. Opin. Immunol. 2018. V. 53. P. 173-179. DOI: 10.1016/j.coi.2018.05.004 EDN: YHHMAX
91. Pflicke H., Sixt M. Preformed portals facilitate dendritic cell entry into afferent lymphatic vessels // J. Exp. Med. 2009. V. 206. P. 2925–2935. DOI: 10.1084/jem.20091739
92. Poirot J., Medvedovic J., Trichot C., Soumelis V. Compartmentalized multicellular crosstalk in lymph nodes coordinates the generation of potent cellular and humoral immune responses // Eur. J. Immunol. 2021. V. 51(12). P. 3146–3160. DOI: 10.1002/eji.202048977 EDN: DTNNYD
93. Quast T., Zölzer K., Guu D. et al. A Stable Chemokine Gradient Controls Directional Persistence of Migrating Dendritic Cells // Front. Cell Dev. Biol. 2022. V. 10. 943041. DOI: 10.3389/fcell.2022.943041 EDN: CSHDSR
94. Randolph G.J., Bala S., Rahier J.F. et al. Lymphoid aggregates remodel lymphatic collecting vessels that serve mesenteric lymph nodes in Crohn disease // Am. J. Pathol. 2016. V. 186(12). P. 3066–3073. DOI: 10.1016/j.ajpath.2016.07.026
95. Reed R.K., Rubin K. Transcapillary exchange: role and importance of the interstitial fluid pressure and the extracellular matrix // Cardiovasc. Res. 2010. V. 87(2). P. 211–217. DOI: 10.1093/cvr/cvq143 EDN: NZQCFX
96. Roozendaal R., Mempel T.R., Pitcher L.A. et al. Conduits mediate transport of low-molecular-weight antigen to lymph node follicles // Immunity. 2009. V. 30. P. 264–276. DOI: 10.1016/j.immuni.2008.12.014
97. Rouhani S.J., Eccles J.D., Riccardi P. et al. Roles of lymphatic endothelial cells expressing peripheral tissue antigens in CD4 T-cell tolerance induction // Nat. Commun. 2015. V. 6. 6771. DOI: 10.1038/ncomms7771
98. Russo E., Nitschké M., Halin C. Dendritic cell interactions with lymphatic endothelium // Lymphat. Res. Biol. 2013. V. 11(3). P. 172–82. DOI: 10.1089/lrb.2013.0008 EDN: RMSPVL
99. Russo E., Teijeira A., Vaahtomeri K. et al. Intralymphatic CCL21 promotes tissue egress of dendritic cells through afferent lymphatic vessels // Cell Rep. 2016. V. 14. P. 1723–1734. DOI: 10.1016/j.celrep.2016.01.048
100. Sagris M., Theofilis P., Antonopoulos A.S. et al. Inflammation in Coronary Microvascular Dysfunction // Int. J. Mol. Sci. 2021. V. 22(24). 13471. DOI: 10.3390/ijms222413471 EDN: DVPAZB
101. Santambrogio L. The Lymphatic Fluid // Int. Rev. Cell Mol. Biol. 2018. V. 337. P. 111–133. DOI: 10.1016/bs.ircmb.2017.12.002 EDN: YEQNRB
102. Santambrogio L., Berendam S.J., Engelhard V.H. The Antigen Processing and Presentation Machinery in Lymphatic Endothelial Cells // Front. Immunol. 2019. V. 10. 1033. DOI: 10.3389/fimmu.2019.01033
103. Saxena V., Li L., Paluskievicz C., Kasinath V. et al. Role of lymph node stroma and microenvironment in T cell tolerance // Immunol. Rev. 2019. V. 292(1). P. 9–23. DOI: 10.1111/imr.12799 EDN: EOZWLN
104. Schineis P., Runge P., Halin C. Cellular traffic through afferent lymphatic vessels // Vascul. Pharmacol. 2019. V. 112. P. 31–41. DOI: 10.1016/j.vph.2018.08.001 EDN: ZQJEFX
105. Schmid-Schönbein G.W. Microlymphatics and lymph flow // Physiol. Rev. 1990. V. 70(4). P. 987–1028. DOI: 10.1152/physrev.1990.70.4.987
106. Schwab S.R., Cyster J.G. Finding a way out: lymphocyte egress from lymphoid organs // Nat. Immunol. 2007. V. 8(12). P. 1295–1301. DOI: 10.1038/ni1545
107. Schwager S., Detmar M. Inflammation and Lymphatic Function //Front. Immunol. 2019. V. 10. 308. DOI: 10.3389/fimmu.2019.00308
108. Shields J.D., Fleury M.E., Yong C. et al. Autologous chemotaxis as a mechanism of tumor cell homing to lymphatics via interstitial flow and autocrine CCR7 signaling // Cancer Cell. 2007. V. 11. P. 526–538. DOI: 10.1016/j.ccr.2007.04.020
109. Stewart R.H. A Modern View of the Interstitial Space in Health and Disease // Front. Vet. Sci. 2020. V. 7. 609 583. DOI: 10.3389/fvets.2020.609583 EDN: RFMGPP
110. Sura R., Colombel J.F., Van Kruiningen H.J. Lymphatics, tertiary lymphoid organs and the granulomas of Crohn’s disease: an immunohistochemical study // Aliment. Pharmacol. Ther. 2011. V. 33(8). P. 930–939. x. DOI: 10.1111/j.1365-2036.2011.04605
111. Swartz M.A., Fleury M.E. Interstitial Flow and Its Effects in Soft Tissues // Annu. Rev. Biomed. Eng. 2007. V. 9. P. 229–256. DOI: 10.1146/annurev.bioeng.9.060906.151850
112. Ta O., Lim H.Y., Gurevich I. et al. DC mobilization from the skin requires docking to immobilized CCL21 on lymphatic endothelium and intralymphatic crawling // J. Exp.Med. 2011. V. 208. P. 2141–2153. DOI: 10.1084/jem.20102392
113. Talsma D.T., Katta K., Boersema M. et al. Increased migration of antigen presenting cells to newly-formed lymphatic vessels in transplanted kidneys by glycol-split heparin // PLoS One. 2017. V. 12(6). e0180206. DOI: 10.1371/journal.pone.0180206
114. Tamburini B.A., Burchill M.A., Kedl R.M. Antigen capture and archiving by lymphatic endothelial cells following vaccination or viral infection // Nat. Commun. 2014. V. 5. 3989. DOI: 10.1038/ncomms4989
115. Tecchio C., Micheletti A., Cassatella M.A. Neutrophil-derived cytokines: facts beyond expression // Front. Immunol. 2014. V. 5. 508. DOI: 10.3389/fimmu.2014.00508
116. Teijeira A., Palazon A., Garasa S. et al. CD137 on inflamed lymphatic endothelial cells enhances CCL21-guided migration of dendritic cells // FASEB J. 2012. V. 26. P. 3380–3392. DOI: 10.1096/fj.11-201061
117. Teijeira A., Hunter M.C., Russo E. et al. T cell migration from inflamed skin to draining lymph nodes requires intralymphatic crawling supported by ICAM-1/LFA-1 interactions // Cell Rep. 2017. V. 18. P. 857–865. DOI: 10.1016/j.celrep.2016.12.078
118. Theocharis A.D., Manou D., Karamanos N.K. The extracellular matrix as a multitasking player in disease // FEBS J. 2019. V. 286(15). P. 2830–2869. DOI: 10.1111/febs.14818 EDN: SQQKRV
119. Thomson C.A., van de Pavert S.A., Stakenborg M. et al. Expression of the atypical chemokine receptor ACKR4 identifies a novel population of intestinal submucosal fibroblasts that preferentially expresses endothelial cell regulators // J. Immunol. 2018. V. 201. P. 215–229. DOI: 10.4049/jimmunol.1700967
120. Tomura M., Honda T., Tanizaki H. et al. Activated regulatory T cells are the major T cell type emigrating from the skin during a cutaneous immune response in mice // J. Clin. Invest. 2010. V. 120. P. 883–93. DOI: 10.1172/JCI40926
121. Triacca V., Guc E., Kilarski W.W., Pisano M., Swartz M.A. Transcellular pathways in lymphatic endothelial cells regulate changes in solute transport by fluid stress // Circ. Res. 2017. V. 120. P. 1440–1452. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.116.309828
122. Ueno H., Klechevsky E., Morita R. et al. Dendritic cell subsets in health and disease // Immunol Rev. 2007. V. 219. P. 118–142. x. DOI: 10.1111/j.1600-065X.2007.00551
123. Ulvmar M.H., Mäkinen T. Heterogeneity in the lymphatic vascular system and its origin // Cardiovasc. Res. 2016. V. 111(4). P. 310–321. DOI: 10.1093/cvr/cvw175
124. Vigl B., Aebischer D., Nitschke M., Iolyeva M. et al. Tissue inflammation modulates gene expression of lymphatic endothelial cells and dendritic cell migration in a stimulus-dependent manner // Blood. 2011. V. 118. P. 205–215. DOI: 10.1182/blood-2010-12-326447
125. Weber M., Hauschild R., Schwarz J. et al. Interstitial dendritic cell guidance by haptotactic chemokine gradients // Science. 2013. V. 339(6117). P. 328–332. DOI: 10.1126/science.1228456
126. Wiig H., Swartz M.A. Interstitial fluid and lymph formation and transport: physiological regulation and roles in inflammation and cancer // Physiol. Rev. 2012. V. 92(3). P. 1005–1060. DOI: 10.1152/physrev.00037.201
127. Xiang M., Grosso R.A, Takeda A. et al. A single-cell transcriptional roadmap of the mouse and human lymph node lymphatic vasculature // Front. Cardiovasc. Med. 2020. V. 7. 52. DOI: 10.3389/fcvm.2020.00052 EDN: FGHJIO
128. Xu H., Guan H., Zu G., Bullard D. et al. The role of ICAM-1 molecule in the migration of Langerhans cells in the skin and regional lymph node // Eur. J. Immunol. 2001. V. 31. P. 3085–3093. 3.0.co;2-b“ xmlns:xlink=“http://www.w3.org/1999/xlink”>-b. DOI: 10.1002/1521-4141(2001010)31:103.0.co;2
129. Yan Y., Zhang G.X., Gran B., Fallarino F. et al. IDO upregulates regulatory T cells via tryptophan catabolite and suppresses encephalitogenic T cell responses in experimental autoimmune encephalomyelitis // J. Immunol. 2010. V. 185(10). P. 5953–5961. DOI: 10.4049/jimmunol.1001628
130. Yanagawa Y., Onoe K. CCR7 ligands induce rapid endocytosis in mature dendritic cells with concomitant up-regulation of Cdc42 and Rac activities // Blood. 2003. V. 101. P. 4923–4929. DOI: 10.1182/blood-2002-11-3474
131. Yawalkar N., Hunger R.E., Pichler W.J. et al. Human afferent lymph from normal skin contains an increased number of mainly memory / effector CD4(+) T cells expressing activation, adhesion and co-stimulatory molecules // Eur. J. Immunol. 2000. V. 30. P. 491–497. 3.0.CO;2-H“ xmlns:xlink=“http://www.w3.org/1999/xlink”>-H. DOI: 10.1002/1521-4141(200002)30:23.0.CO;2
132. Zawieja D.C., Thangaswamy S., Wang W. et al. Lymphatic Cannulation for Lymph Sampling and Molecular Delivery // J. Immunol. 2019. V. 203(8). P. 2339–2350. DOI: 10.4049/jimmunol.1900375
133. Zhu J., Yamane H., Paul W.E. Differentiation of effector CD4 T cell populations // Annu. Rev. Immunol. 2010. V. 28. P. 445–489. DOI: 10.1146/annurev-immunol-030409-101212
Выпуск
Другие статьи выпуска
Описаны основные подходы к моделированию познавательной деятельности человека и нейронных механизмов, лежащих в ее основе. Приведена систематизация когнитивных архитектур и дан обзор таких популярных моделей как ACT-R, SOAR, CLARION и CHREST с примерами их практического применения в психологии и нейрофизиологии. Разработанные модели когнитивных функций позволяют давать прогнозы эффективности восприятия и селекции информации, какие знания и процедуры требуются для оптимального решения задачи, ожидаемую частоту ошибок при выполнении задания и какая функциональная система мозга используется для организации поведения. Совершенствование и дополнение существующих моделей когнитивной архитектуры рассматривается как перспектива развития когнитивной нейронауки, понимания закономерностей формирования естественного интеллекта и разработки искусственного интеллекта.
Обзор посвящен применению методов нелинейной динамики к анализу динамических изменений в паттернах физиологических ритмов мозга при возникновении нарушений, связанных с хронически повышенным артериальным давлением и с нарушением сердечного ритма по типу фибрилляции предсердий при наличии и отсутствии умеренных когнитивных нарушений. Показана возможность применения этих методов для выявления маркеров этих нарушений. Эти маркеры связаны с параметрами фазовой синхронизации между ритмическими фотостимулами и ответами мозга в виде электроэнцефалографических паттернов.
Мигрень представляет собой форму первичной головной боли, от которой страдает не менее 10% населения планеты. Кроме рекомендаций по модификации образа жизни пациента, менеджмент мигрени подразумевает купирование уже возникшего приступа и/или профилактику его возникновения. В абортивном лечении этой цефалгии могут использоваться фармакологические агенты как неспецифического (например, ненаркотические анальгетики), так и специфического действия. К числу последних относят, в частности, серотонинергические средства классов триптанов (селективных агонистов 5-НТ1B/1D-рецепторов), дитанов (избирательных 5-НТ1F-миметиков) и алкалоидов спорыньи (неселективных модуляторов различных подтипов 5-НТ-рецепторов). В обзоре представлены известные к настоящему времени результаты множества фундаментально-прикладных исследований препаратов указанных групп, в ходе которых были выявлены нейрональные и сосудистые составляющие их антимигренозной фармакодинамики. Значительная часть этих данных получена invivo на различных экспериментальных моделях мигрени, основанных на тригемино-васкулярной теории ее патогенеза. Другие сведения являются итогами работы ехvivo на изолированных тканях и клеточных культурах. При анализе результатов этих исследований приводятся доказательства в пользу схожих механизмов реализации антимигренозного потенциала представителей всех перечисленных фармакологических классов, у которых нейротропная активность преобладает над прямым вмешательством в сосудистый тонус. Специальное внимание уделено неоднозначным и дискуссионным вопросам в этой области, успешное решение которых является залогом дальнейшего прогресса в фармакотерапии мигрени.
Широкое распространение заболеваний центральной нервной системы (ЦНС) требует непрерывного поиска методов и средств их фармакологической коррекции. Основные подходы экспериментального моделирования данных заболеваний включают использование грызунов, недостатками которых является стоимость проводимых исследований, сложность содержания, ухода и долгий рост организма. Использование альтернативных модельных организмов, таких как рыба зебраданио (Danio rerio, zebrafish), в трансляционной нейробиологии и медицине позволяет проводить быстрые экспериментальные работы на фоне простоты содержания и манипуляций, а также ускоренного онтогенеза. Зебраданио также чувствительны к основным классам фармакологических препаратов, что делает данную модель незаменимой для доклинических исследований широкого спектра физиологически активных веществ. Сходство нейрохимических систем, высокая физиологическая и генетическая гомология с человеком, возможность проведения исследований на личинках и взрослых особях, легкость генетических манипуляций, прозрачность эмбрионов и ряд других биологических особенностей открывают широкий спектр возможностей использования зебраданио для моделирования различных патологий ЦНС.
Сократительная функция сердца осуществляется за счет согласованного взаимодействия основных свойств миокарда – растяжимости, сократимости и расслабимости. Нарушение сократимости миокарда по каким-либо причинам создает ситуацию хронической сердечной недостаточности (ХСН). Выраженность ХСН определяется способностью кровеносной системы в определенной степени компенсировать ослабление сократимости сердца, критерием которой является величина фракции выброса. Форма ХСН с сохраненной фракцией выброса определяется как диастолическая дисфункция. Это первый этап ХСН, его отличительными особенностями являются замедленное расслабление и повышенное диастолическое давление в левом желудочке. Обзор посвящен рассмотрению структуры диастолы при 4 типах ХСН – ишемической болезни сердца при инфаркте миокарда или микроинфарктах, вызванных изопротеренолом, повреждении миокарда, индуцированном доксорубицином и сахарном диабете 1 типа. Общим признаком всех видов ХСН является повышение растяжимости миокарда и замедление расслабления. Показано, что в их основе лежит изменение свойств коннектина (титина) – саркомерного белка, соединяющего концы миозиновых нитей с границами саркомера. Его свойства определяют растяжение и расслабление миокарда, и эти изменения лежат в основе первичной компенсаторной реакции сердца на ослабление его сократимости. Также мобилизуются механизмы, увеличивающие приток к сердцу и снижающие периферическое сопротивление. Степень их мобилизации зависит от степени снижения сократимости миокарда. Наряду с этим, каждая форма ХСН имеет свою специфику, которую необходимо учитывать при выборе средств терапии.
Издательство
- Издательство
- ИЗДАТЕЛЬСТВО НАУКА
- Регион
- Россия, Москва
- Почтовый адрес
- 121099 г. Москва, Шубинский пер., 6, стр. 1
- Юр. адрес
- 121099 г. Москва, Шубинский пер., 6, стр. 1
- ФИО
- Николай Николаевич Федосеенков (Директор)
- E-mail адрес
- info@naukapublishers.ru
- Контактный телефон
- +7 (495) 2767735